Категории

Проблемы лабораторной диагностики

Л.А. Хоровская – Гликемический контроль в месте лечения: требования стандартизации и практика

Вы точно человек?

ОБЗОРЫ


УДК 616.127-005.8:616-074


Е.В. Юрьева, Т.А. Тарабан, 2007

Поступила 29.01.07 г.


Е.В. ЮРЬЕВА, Т.А. ТАРАБАН


ПРОБЛЕМЫ СОВРЕМЕННОЙ ЛАБОРАТОРНОЙ ДИАГНОСТИКИ
ОСТРОГО ИНФАРКТА МИОКАРДА


Республиканский кардиологический диспансер, Чебоксары


В обзоре обсуждаются «внесердечные» причины повышения кардиальных тестов. Анализируются возможности использования тестов на догоспитальном этапе диагностики и в стационаре, пути повышения диагностической чувствительности и специфичности при комбинировании тестов в разные сроки заболевания с учетом использования разных методов анализа и аналитической техники.

In the review the following is submitted the markers of myocardium damage and their cell localisation, the terms of increase in blood serum in case of OKC, peculiarities and methods of examination. “Extracardi” reasons of cardial tests’ increase and also the possibilities of tests’ usage in pre-hospital diagnostics and in hospitals, ways to improve diagnostic sensitivity and peculiarities in combining of the tests in different terms of disease using different methods of analysis and analytical technics are discussed


В диагностике острого инфаркта миокарда (ОИМ) лабораторные методы исследования занимают заметное место наряду с функциональными методами. Традиционно это относится к энзимодиагностике и к неферментативным кардиоспецифическим белковым маркерам. Энзимодиагностика включает в себя определение ранее существующих тестов, таких, как активность аспартатаминотрансферазы (КФ 2.6.1.1) (АСТ), аланинаминотрансферазы (КФ 2.6.1.2) (АЛТ) и их соотношения – коэффициента де Ритиса; креатинкиназы (КФ 2.7.3.2) (КК) и МВ изофермента креатинкиназы (КК-МВ); лактатдегидрогеназы (КФ 1.1.1.27) (ЛДГ) и изоферментов ЛДГ, так и сравнительно недавно предложен-ного – ВВ изофермента гликгенфосфорилазы (КФ 2.4.1.1.) (GPBB) [5, 7-9, 13, 14].

Несмотря на давно используемые методы, установление активностей ферментов при интерпретации результатов анализов порой имеет свои особенности в зависимости от методов определения и иной раз вызывает затруднения при сравнении с литературными данными.

АСТ и АЛТ. Традиционные тесты, хотя не являются кардиоспецифическими. Диагнос-тика основана на повышении их активности, преимущественно АСТ, и изменении соотношения коэффициента де Ритиса – АСТ/АЛТ в сторону увеличения [28]. При ОИМ активность АСТ повышается через 4-6 часов после начала приступа, достигает максимального значения через 24-36 часов и приходит к норме на 3-5-й день заболевания [7-9, 13]. Однако принятые нормы и кинетика изменения коэффициента де Ритиса зависят от многих факторов, в том числе от возраста и пола, методов определения [28]. Значения коэффициента де Ритиса в норме, по данным разных авторов, значительно отличаются и колеблются от 1,33 до величин значительно ниже единицы [7-9]. Для унифицированного метода Райтмана и Френкеля принятые верхние пределы нормальных значений АЛТ – 189 нмоль/с·л, АСТ – 128 [8]; для кинетического метода, основанного на оптическом тесте Варбурга, – соответственно 5-42 и 5-37 Е/л [7]. Казалось бы, для сопоставления результатов необходимо лишь вывести некий коэффициент корреляции. Но на практике оказывается, что кинетика скорости ферментативной реакции непрямолинейная. При определении активности аминотрансфераз в сыворотках с высокой активностью ферментов методом Райтмана и Френкеля было выявлено, что кинетика скорости реакции лимитируется концентрацией истощающегося субстрата и прямолинейная зависимость оптической плотности от времени инкубации соблюдается только в первые минуты инкубации, в последующем кинетика реакции существенно меняется и графическая зависимость приобретает нелинейный характер [8]. В то же время не рекомендуется разводить сыворотку крови более чем в 10 раз для исключения «эффекта разведения». Активность аминотрансфераз в данном методе также зависит от способов калибровки. Предлагаемый метод калибровки без добавления субстрата [8] значительно завышает результаты анализа, поскольку субстратно-буферная смесь с реактивом 2-4-ди-нитрофенилгидразона также дает цветную реакцию. Кроме того, модификация метода, разрешающая инкубацию субстратно-буферной смеси АЛТ в течение 30 минут вместо 60, а результат умножается на 2, ведет к неоправданному завышению активности, что искажает истинные результаты и соотношения де Ритиса. В то же время использование кинетических методов, основанных на оптическом тесте Варбурга, не полностью исключают проблему в связи с использованием разными производителями разных модификаций субстратов, что влечет за собой некоторое расхождение интервала нормы активности. При использовании оптических тестов для определения активности АСТ и АЛТ дискриминантный уровень нормы может зависеть от содержания в наборах пиридоксаль-5-фосфата и температуры инкубации [28]. Для приведения норм в соответствие в разных лабораториях лучше всего пользоваться наборами реактивов, соответствующих рекомендациям Международной Федерации клинической химии (МФКХ). При этом определение изоферментов АСТ способствует повышению диагностической точности, и активность митохондриального изофермента АСТ-2 более коррелирует с тяжестью повреждения, чем КК-МВ [39].

КК и КК-МВ. Фермент КК не является кардиоспецифическим, в неповрежденном миокарде состоит из изоформ ММ – 40,3%, МВ – 21,2, ВВ – 3,5 и МiМi (митохондриальная фракция) – 35% [5]. КК локализована преимущественно в скелетной мускулатуре, сер-дечной мышце, матке и мозге [7]. В сыворотке крови здорового человека активность КК лимитируется ММ изоферментом; МВ фракция составляет 3-6 и менее 1% - ВВ фракция [5, 27]. Повышение общей активности КК наблюдается при многих заболеваниях, в том числе ОИМ, миозитах, миодистрофиях, травмах, гипофункциях щитовидной железы, тяжелой физи-ческой нагрузке и т.д. [5, 7, 8, 13, 27, 39]. При ОИМ повышение активности КК начинается, по данным разных авторов, от 2-4 до 4-6 часов начала коронарной атаки, достигает максимального значения 12-24 или 16-36 часов и на 3-6 день заболевания приходит в норму [7, 9, 27, 39]. Нормальные значения активности КК зависят от методов исследования и температуры инкубации субстрата. При определении по конечной точке по освобождению неорганического фосфора нормальные значения активности КК значительно отличаются от референтных величин активности КК для кинетических методов, основанных на непрямом тесте Варбурга и рекомендованных МФКХ, что затрудняет сравнение данных разных исследователей. КК в большом количестве содержится в скелетной мускулатуре, и определение ее активности некорректно после проведения реанимационных процедур, оперативных вмешательств. В настоящее время для диагностики ОИМ используются методы определения изоферментов КК. Для определения изоферментов КК предложено множество методов, таких, как разные варианты электрофореза, флюориметрические, ионообменная хроматография, методы иммуноингибирования с использованием антител к субъединице ММ, иммунохимические методы определения концентрации МВ-КК (масс-методы) [1, 5, 8, 11 13, 22, 27, 33, 38, 42]. Наиболее широко используются методы иммуноингибирования. Однако специфичность метода неабсолютная. Принцип метода основан на ингибировании активности ММ изофермента КК специфическими антителами с допущением, что в сыворотке крови в норме, в основном, находится только изофермент КК-ММ. Иммуноингибирование среди других методов имеет самую низкую специфичность и чувствительность. Трудно быть уверенным в полноте ингибирования М-субъединицы и в том, что активность оставшейся субъединицы КК-В не связана с присутствием КК-ВВ или митохондриальной КК-МiМi, являющейся маркером необратимого повреждения миокарда [13, 39]. Источником КК-МiМi могут быть также различные карциномы и их метастазы [13]. Кроме того, при определенных состояниях, в частности при опухолях нервной системы, после стресса, в сыворотке крови может проявляться и активность ВВ изофермента, так называемой мозговой фракции [13, 37, 39]. В данной ситуации при иммуноингибировании антителами против ММ-субъединиц активность может быть повышена именно за счет КК-ВВ. В отдельных исследованиях было выявлено повышение КК-ВВ после сильных ангиозных приступов и после аортокоронарного шунтирования, по предположению КК-ВВ является тестом аноксии тканей [27]. Активность КК-ВВ является также маркером особой подверженности ткани мозга токсическому воздействию этанола и его метаболитов [31]. Ложноположительные результаты могут быть получены в присутствии так называемых макро–КК, которые могут представлять собой комплекс КК-ВВ+Ig и циркулировать длительное время в русле крови [5, 39]. Именно вследствие указанных причин диагностически корректным для ОИМ считается такое значение активности КК-МВ, которое находится в пределах от 6 до 25% от общей активности КК при условии повышения активности общей КК у мужчин выше 190 и у женщин – выше 170 Е/л для температуры инкубационной смеси 37оС. Оптимальными сроками определения являются от 12-24 [13] до 16-36 часов [39] после ангинозного приступа. Масс-методы определения КК-МВ, основанные на различных вариантах иммунохимических технологий, считаются предпочтительными. Однако внедрение данных методов является проблематичным, особенно в практических лабораториях, по экономической целесообразности и из-за отсутствия соответствующей аналитической техники.

ЛДГи изоферменты ЛДГ. ЛДГ - широко распространенный фермент во всех органах и тканях включая миокард. В органах и тканях представлен пятью изоферментами – ЛДГ1, ЛДГ2, ЛДГ3, ЛДГ4 и ЛДГ5 [5, 13, 39]. Первые два по электрофоретической подвижности называются анодными, последние два – катодными. Для миокарда характерны высокое содержание анодных фракций с преобладанием ЛДГ1 над ЛДГ2, низкая активность ЛДГ3 и очень малое количество катодных фракций. Активность ЛДГ сыворотки крови в ранней стадии ОИМ возрастает в основном за счет анодных фракций. По разным данным [2, 5, 9, 13, 39], повышение активности ЛДГ начинается впервые 5-8 или после 12 часов, достигая максимальных значений на 2-е сутки и оставаясь на этом уровне 3-4 дня заболевания. Нормализуется активность ЛДГ через 10-15 дней и позже в зависимости от тяжести повреждения миокарда. Максимальный прирост варьирует от 2 до 20 и более раз. Для определения активности ЛДГ используются методы, основанные как на прямой реакции восстановления пировиноградной кислоты с участием НАДН, так и на обратной – окисления молочной кислоты с участием НАД, отличающейся большей линейностью [6, 23]. Дискриминанты нормальных значений активности при использовании этих методов будут совершенно разные. По данным [39], нормальные значения активности ЛДГ при определении по прямой реакции при температуре 37оС равны для женщин 200-280 Е/л, для мужчин – 200-420, а при определении по обратной реакции окисления молочной кислоты – 109-193 Е/л (наборы фирмы АВВОТ). Недостатком определения общей активности ЛДГ является его низкая специфичность, поэтому данный показатель для оценки поражения миокарда необходимо использовать с большой осторожностью. Общеизвестно повышение активности ЛДГ при многих заболеваниях: гепатиты, нефротический синдром, миопатии, мегалобластные и гемолитические анемии, миелопролиферативные заболевания и др. [5, 8, 13]. Применение ряда лекарственных препаратов (наркотических и ненаркотических аналгетиков, нейролептиков) может оказывать влияние, как на общую активность, так и соотношениие изоферментов [3]. Специфичность теста повышается при определении изоферментов ЛДГ. В сыворотке крови здоровых людей и животных ЛДГ2 превышает в 1,3-1,5 раза ЛДГ1, причем это соотношение никогда не бывает ниже 1,1. Процентное соотношение изоферментов ЛДГ сыворотки крови, определенное разными авторами, значительно варьирует, однако имеется одна закономерность в отношении активности изоэнзимов: ЛДГ2>ЛДГ1>ЛДГ3>ЛДГ4>ЛДГ5. В начальный период ОИМ прирост активности идет преимущественно за счет ЛДГ1 и соотношение ЛДГ2/ЛДГ1 снижается до 0,80-0,89 и ниже. Активность ЛДГ1 сыворотки крови начинает повышаться через 10-12 часов от начала заболевания и через сутки достигает 40% общей активности [5]. Использование изоферментов ЛДГ при ОИМ значительно расширяет диагностическую значимость оценки осложнений и наличия сопутствующих заболеваний. Следует принять во внимание, что ЛДГ1 может быть повышенной при инфаркте почки, мегалобластной анемии, травмах мышц [5, 13]. Нарушение спектра изоферментов ЛДГ, характерного для ОИМ, возможно при застое крови в печени, почках вследствие сердечной недостаточности при ишемическом повреждении органов в силу резкого снижения сердечного выброса. Из других изоферментов ЛДГ О.М.Макаревич и соавт. [12] отмечают повышение на вторые сутки заболевания активности ЛДГ3 и на 4-е сутки – ЛДГ4 и ЛДГ5. Изменение активности ЛДГ5 авторы связывают с нарушением функционального состояния печени; ЛДГ3 – следствием возникающей, как осложнение ОИМ, парциальной тромбоэмболии сосудов легких, а также изменений в поджелудочной железе на фоне инфаркта миокарда. При этом не исключено, что высокая активность ЛДГ5 может быть и миокардиального происхождения. Показано, что при гипертрофии правого желудочка в ткани миокарда повышается активность ЛДГ4 и ЛДГ5, что свидетельствует о клеточной гипоксии [5]. Для определения изоферментов ЛДГ существует несколько принципиальных методов разделения: с использованием аналогов субстратов – альфа-кетобутират обладает большим сродством к ЛДГ1, чем к ЛДГ5, что используется для дифференциального определения на основе альфа-гидроксибутиратдегидрогеназного теста (ЛДГ1) [2, 13]; методы дифференциального ингибирования мочевиной; тепловая стабильность изоферментов (ЛДГ1 стабильна при температуре 65оС, в то время как ЛДГ5 инактивируется при 57оС). Более точными и имеющими большую разрешающую способность являются методы избирательной адсорбции, хроматографического разделения; электрофоретическое разделение, основанное на различной подвижности изоформ (ЛДГ1 – самая быстрая, ЛДГ5 – самая медленная), с использованием в качестве носителя мембран ацетата целлюлозы, гелей агара и агарозы, полиакриламидного геля (ПААГ) [1, 5, 13]. Диагностическая чувствительность и диагностическая специфичность индекса ЛДГ1/ЛДГ2 резко возрастают при определении методом электрофореза.

    Результаты биохимических анализов имеют ключевое значение в классифицировании пациентов с различными проявлениями заболеваний коронарных артерий. Повышение кардиальных ферментов – предпосылка для диагноза ОИМ. С появлением иммунологических технологий стала технически возможна разработка тест-систем для различных сердечных молекулярных компонентов, высвобождающихся при потере целостности клеток миокарда, что значительно повышает диагностическую специфичность. Используемые маркеры могут быть подразделены на группы согласно их внутриклеточной локализации в миоците. Группа функционально несвязанных цитозольных белков включает в себя миоглобин (Mgb), белок, связывающий жирные кислоты (FABP), гликогенфосфорилазу ВВ (GPBB), кальцийсвязывающий белок (S100a), креатинкиназу КК, в том числе ее изофермент МВ, ЛДГ с изоферментом ЛДГ1. Миофибриллярные белки, такие, как легкие и тяжелые цепи миозина, актин, иммобилизованы в контрактильном аппарате и составляют пул структурно связанных белков. Тропонин Т и тропонин I представляют собой в меньшей степени цитозольный, в основном – структурно связанный пул белков. При ОИМ в первую очередь в крови повышается уровень структурно несвязанных белков.

Миоглобин (Mgb) – гемсодержащий хромопротеид, представляет собой легкую цепь миозина с молекулярной массой 17,6 кДа, участвующий в транспорте кислорода в скелетных мышцах и миокарде. Mgb является неспецифическим тестом. Повышается при многих состояниях, связанных с патологией мышечной ткани, возрастание его в крови может быть связано с возрастанием аноксии тканей [10]. Возрастание Mgb в крови больных ОИМ впервые 2 часа выявляется в 50% случаев [29]. По другим данным [33, 42], у большинства больных при ОИМ превышает дискриминантный интервал первые 3 часа после ангинозного приступа – от 75 до 84,6%. Через 6 часов Mgb повышается у 100% больных [29] и снижается до нормы через 24-36 часов. По данным [4], максимальное значение уровня Mgb наблюдается через 10 часов и снижение до нормальных величин – через 53,3 часа. По данным [26], сроки нормализации уровня Mgb зависят от тяжести процесса – у умерших от нарастающей сердечной недостаточности уровень Mgb нарастает значительно быстрее и наблюдается более длительная миоглобинемия. Интерес к данному маркеру остается, несмотря на его неспеци-фичность. Это связано с совершенствованием методик исследования и с тем, что Mgb повышается через 1-2 часа и является самым ранним маркером ОИМ и наиболее чувствительным маркером для контроля реперфузии, повторного ОИМ и малых миокардиальных повреждений (ММП). Комбинирование Mgb с другими тестами значительно повышает диагностическую специфичность [17, 33, 42, 44]. Для определения Mgb используются иммуноферментные, иммунохимические, иммунофлюориметрические и нефелометрические методы [11, 15]. Разработаны также иммунохроматографические тест-системы для качественного бесприборного определения, тест-системы для полуколичественного, количественного определения «point-of-care» на экспресс-анализаторах.

Белок, связывающий жирные кислоты (FABP), – небольшой цитозольный белок, является представителем семейства белков, специализирующихся на транспорте жирных кислот, в большом количестве содержится во многих органах и тканях, в том числе в сердечной мышце. Развитие ОИМ сопровождается разрушением кардиомиоцитов, следовательно, выбросом в кровь многих специфических белков, в том числе FABP [40]. Кинетика FABP подобна Mgb: его концентрация в плазме значительно повышается в течение 3 часов после появления симптомов ОИМ и возвращается к нормальному уровню через 12-24 часа [45]. При этом диагностическая эффективность выше (86,2%), чем у Mgb (80,4%) и КК-МВ (39,2%) [44] в соответствующие сроки. Было также показано, что для различия повреждений скелетных и сердечных мышц можно использовать отношение уровня Mgb/FABP. Как и Mgb, FABP присутствует в скелетных мышцах, при повреждении которых происходит выброс в кровь. Однако отношение концентраций Mgb/FABP является разным. В миокардиоци-те это отношение составляет 4-5, в скелетных мышцах - варьируется от 21 до 73. После ОИМ концентрации обоих белков остаются повышенными в течение 1-15 часов. В этот период отношение Mgb/FABP остается постоянным для пациентов с ОИМ и составляет 5,3±1,2. У пациентов после операций на аорте уровень этих белков повышен в течение 6-24 часов и составляет 45±22, после операций на сердце Mgb/FABP увеличивается от 11±4,7 до 32,1±13,6 в течение 24 часов, указывая на более быстрый выброс белков при повреждениях миокарда, чем при повреждениях скелетных мышц. Совместное определение Mgb и FABP рассматривается как высокочувствительный неспецифический маркер в ранние сроки заболевания. Таким образом, отношение может быть использовано для различия повреждений скелетных и сердечных мышц [44]. Для определения FABP существуют различные варианты иммуноферментного анализа [45].

Изофермент гликогенфосфорилазы ВВ (GPBB) (КФ 2.4.1.1.) – для диагностики ОИМ был предложен в 1975 г., катализирует перенос глюкозных остатков молекулы гликогена на неорганический фосфат с образованием глюкозофосфата. Считается, что ВВ-изоформа – кардиоспецифический маркер [14], хотя экспрессируется не только в сердечной мышце. При анализе на специфичность GPBB в большой группе больных с внекардиальными нарушениями, ложноположительные результаты были получены у 8% больных с заболеваниями почек, у 46% пациентов – с болезнями печени и у 67% – с повреждениями скелетных мышц [43]. Тест, по сравнению с сТнТ и КК-МВ, наиболее чувствителен в первые 4 часа [14].

Тропонин Т (ТнТ) и тропонин I (ТнI) являются компонентами контрактильного аппарата мышечных клеток в составе тропонин-тропомиозинового комплекса, связанного с актином, образуют тонкие филаменты миоцитов. Тропониновый комплекс состоит из 3 компонентов – ТнС, ТнТ и ТнI и после связывания с ионами кальция посредством конформационных изменений обеспечивает сократительную функцию миокардиоцитов. Аминокислотная последовательность сердечного ТнС и скелетной мускулатуры идентична. ТнТ и ТнI существуют в специфичных для миокарда изоформах: ТнI – в виде трех изоформ, две из которых локализуются в скелетных мышцах – в быстрых и медленных волокнах, и одна – в миокардиальных клетках. Кардиальная форма ТнI (сТнI) отличается от мышечной изоформы примерно на 40% аминокислотной последовательности и N-концевой участок этой молекулы содержит дополнительный полипептид. Молекулярная масса, по данным разных авторов, от 24000 до 26500. ТнТ также имеет три основные изоформы, локализующиеся в сердечной и скелетной мышцах. Миокардиальные изоформы ТнТ (сТнТ) отличаются от мышечных по 6-11 аминокислотным остаткам. Молекулярная масса – 37000. Тропонины в клетках, в том числе миокардиоцитах, находятся преимущественно в структурно-организационной форме, и лишь небольшое количество в свободном виде в цитоплазме – 6-8% сТнТ и 2,8-4,1% сТнI. В крови здоровых людей тропонины не содержатся. Выраженная, но кратковременная ишемия без гибели кардиомиоцитов не приводит к повышению тропонинов. При развитии некроза, в том числе так называемых микроповреждений миокарда, тропонины поступают в периферическое русло как в свободном, так и связанном виде с другими компонентами тропонинового комплекса. При ОИМ повышение сТнТ и сТнI начинается от 3-4 до 4-7 часов [18, 19, 21, 25]. Среднее время максимального повышения сТнТ и сТнI приходится от 12 до 24 часов [18, 30, 32, 36]. Диагностическая чувствительность обоих маркеров через 3 часа – 51-54, через 6 часов – 78-81, через 12 часов – 100%. Специфичность обоих маркеров – 89-90, в то время как у миоглобина – 46%. Но самое ценное у тропонинов – пролонгированный диагностический период. Интервал абсолютной диагностической чувствительности для тропонинов составляет до 7-14 от начала болевого приступа [19]. Диагностически значимое повышение сТнТ от 8 часов до 4 суток ОИМ определяется у 100% больных, у 44% пациентов таковое сохраняется к 14 дню [30]. По данным ряда авторов, степень повышения коррелирует зоной инфаркта [30, 41].

Показания к определению тропонинов: диагностика ОИМ, оценка реперфузии после применения тромболитической терапии – выявление максимальной концентрации сТнТ в сыворотке крови при проведении тромболитической терапии до 16-го часа от начала ангинозного приступа может служить косвенным признаком восстановления коронарного кровотока [30]; выделение групп высокого коронарного риска среди больных острым коронарным синдромом (ОКС) без подъема сегмента ST [18]; диагностика периоперационного ОИМ и оценка степени гипоксического и реперфузионного повреждения во время кардиохирургических операций [19, 24]. Дискриминантный интервал между ОИМ и не ОИМ – для сТнТ 0,1 [41], для сТнI – от 0,19 [42] до 0,4 нг/мл [33]. При назначении тропонинов у больных в случае отсутствия однозначно трактуемой ЭКГ необходимо придерживаться следующего стандарта: взятие крови при поступлении в стационар; затем каждые 3-4 часа в последующий 12-часовой интервал и далее в зависимости от состояния больного [16].

Другие заболевания, при которых возможно повышение тропонинов: определение кардиотоксичности лекарственных препаратов; алкогольная интоксикация; выявление повреждений сердечной мышцы у новорожденных; повреждение миокарда у людей с травмами мышц, коллагенозами, миокардитами, миопатиями; проведение кардиальных мероприятий (дефибриляция и др.); выявление повреждений миокарда у спортсменов при тяжелых физических нагрузках [18, 20]. Известное повышение сТнТ при острой и хронической почечной недостаточности (ХПН) первоначально оценивалось как индукция сТнТ в скелетных мыш-цах больных терминальной стадией ХПН [32, 34, 35]. Однако в последующем это не под-твердилось. Оценка исходов данных больных показала, что гипертропонинемии связаны с ухудшением прогноза и увеличением летальности от кардиальных причин, что связано, по мнению Д.В. Сапрыгина [20], с повреждением миокарда токсического, «уремического» генеза. В настоящее время рекомендуется гипертропонинемию рассматривать как высокоспецифический маркер возникновения необратимых некротических повреждений миокарда. Механизм гипертропонинемии вне ОКС, как правило, неишемического характера и может быть обусловлен гибелью кардиомиоцитов как через некроз (потеря целостности мембран), так и через апоптоз [20].

Исследованиями многих авторов показано [17, 33, 42], что для надежной диагностики ОИМ желательно определение не одного кардиоспецифического теста, а серии тестов в разные сроки ангинозного приступа. Наибольшая чувствительность от начала приступа в течение 90 минут выявлялась в комбинации Mgb+ КК-МВ и Mgb+сТнI [42]. В более поздние сроки (от 0 до 6 часов) – определение сТнI (100%), КК-МВ (91%), серии Mgb+ КК-МВ+ сТнI (100%); через 24-72 часа – серии Mgb+КК-МВ+сТнI (95-100%) [33].

В настоящее время разработан широкий спектр методов определения тропонинов и других кардиомаркеров: бесприборный качественный анализ тест-системами, полуколичественный экспресс-анализ на портативных приборах, количественный анализ на автоматических анализаторах. Бесприборный анализ на тест-системах позволяет оценивать превышение дис-криминантного интервала концентрации кардиомаркера в крови. В настоящее время тест-системы для бесприборного анализа выпускаются большим количеством фирм как на индивидуальные тесты – сТнТ, Mgb, КК-МВ, сТнI, так и на панели тестов. Рекомендуются для использования на раннем этапе догоспитальной диагностики.

Экспресс-методы предполагают полуколичественное определение «point-of-care» с использованием приборов для экспресс-диагностики индивидуально каждый кардиомаркер или несколько маркеров в комбинации на так называемых диагностических панелях, без предварительной пробоподготовки в цельной крови в течение 10-15 минут. Концентрация сТнТ, Mgb, КК-МВ может быть быстро и надежно определена с использованием тест-систем методом иммунохимического анализа на отражательном фотометре «Кардик Ридер» фирмы Хоффман Ла Рош [30]. На автоматическом анализаторе кардиомаркеров «STRATUS SC» фирмы DADE Berhing методом иммунофлюоресценции – картрижная система (на каждый тест) – можно определить содержание Mgb, КК-МВ (масс-метод), сТнI [33]. Возможно одновременное определение серии тестов иммунофлюоресцентным методом на портативном анализаторе «Triage® MeterPlus» (фирма BIOSITE) с использованием диагностических панелей [42]. При диагностике ОИМ используется панель «Triage® Cardiac Pa-nel» для определения уровня трех маркеров повреждения сердечной ткани: Mgb, КК-МВ, сТнI; панель «Triage® Profiler Shortness of Breath Panel» – для дифференциальной диагностики различных причин одышки и ОКС – одновременно измеряет уровень Mgb, КК-МВ, сТнI (маркеры повреждения миокарда), В-натрийуретического пептида (маркер систолической и диастолической дисфункции желудочков) и D-димера (маркер внутрисосудистого свертывания); панель «Triage® CardioProfiler Panel» – для диагностики ОИМ, оценки риска сердечной недостаточности и стратификации риска пациентов с ОКС – измеряет уровень Mgb, КК-МВ, сТнI и В-натрийуретического пептида.

Анализ на экспресс-анализаторах с тест-системами рекомендуется использовать только на догоспитальном этапе или при поступлении больного в стационар. Для постановки окончательного диагноза могут быть использованы только строго количественные методы, реализуемые на больших иммунохимических или специализированных анализаторах.

Количественное определение кардиотестов рекомендуется проводить на автоматических анализаторах на основе иммуноферментных, иммунохимических, иммунофлюоресцентных и других современных технологий. Методы, реализуемые на современных специализированных анализаторах, таких, как AxSYM (Abbott Laboratories), ELECSYS (ROCHE DIAGNOSTICS) и т.д., позволяют определить кардиотесты в течение 30 минут с момента забора крови. Внедрение современных методов диагностики является проблематичным по экономическим причинам в силу необходимого дорогостоящего оборудования, реагентов и тест-систем. Вместе с тем стоимость 1 анализа при исследовании на автоматических анализаторах AxSYM, ELECSYS обходится значительно дешевле, чем на картрижных тест-системах. Следует, однако, признать, что пока нет одного строго кардиоспецифического теста, с помощью которого можно было бы однозначно подтвердить или опровергнуть ОИМ. Только комбинированное использование всех имеющихся возможностей современной диагностики (лабораторных, функциональных) позволяет приблизиться к желаемой цели.

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

  1. Амелюшкина В.А. и др. Одновременное разделение изоферментов креатинкиназы и лактатдегидрогеназы методом электрофореза // Лаб. дело. 1990. № 3. С. 46-50.

  2. Безрукова Г.А. и др. Использование сыворотки и плазмы крови для ферментной диагностики инфаркта миокарда // Клин. лаб. диагн. 1993. № 6. С. 13-15.

  3. Волынский Б.Г. и др. Влияние лекарственных веществ на активность лактатдегидрогеназы и ее изоферментов // Лаб. дело. 1985. № 7. С.394-396.

  4. Ивлева В.И. и др. Сравнительное изучение уровня миоглобина, активности и концентрации изофермента МВ креатинкиназы при остром инфаркте миокарда // Лаб. дело. 1984. № 7. С. 389-392.

  5. Изоферменты в медицине /Петрунь Н.М и др. Киев: Здоров,я, 1982. 248 с.

  6. Карнаух Н.Г. и др. Активность кардиоспецифических ферментов у рабочих горячих цехов с ишемической болезнью сердца // Проблемы медицинской энзимологии: Тр. всерос. конф Современные технологии лабораторной диагностики нового столетия. Международный симпозиум «Пиридоксальзависимые ферменты: структура, молекулярная патология и медицина» М.: Авиаиздат, 2002.
    С. 110-111.

  7. Клинико-диагностическое значение лабораторных показателей /Долгов В.И. и др. М.: Лабинформ; Центр, 1995. 224 с.

  8. Колб Ф.И., Камышников В.С. Справочник по клинической химии. Минск: Беларусь, 1982.
    366 с.

  9. Комаров Ф.И. и др. Биохимические исследования в клинике. Л.: Медицина, 1981. 408 с.

  10. Косникова И.В. и др. Содержание миоглобина в крови больных с ишемией нижних конечностей // Лаб. дело. 1985. № 3. С 157-159.

  11. Кузьменко Д.И., Канская Н.В. Использование флюориметрического метода для определения активности МВ-креатинкиназы в сыворотке крови // Лаб. дело. 1987. № 5. С. 340.

  12. Макаревич О.П. и др. Значение определения активности ферментов сыворотки крови в диагностике инфаркта миокарда и оценке функционального состояния печени // Лаб. дело. 1984. № 10.
    С. 593-596.

  13. Медицинские лабораторные технологии: Справочник /Под ред. А.И. Карпищенко. СПб.: Интермедика, 2002. 600 с.

  14. Меньшиков В.В. Ферменты в диагностике: проблемы и методы (заметки с международного симпозиума) // Клин. лаб. диагн. 1996. № 6. С. 51-52.

  15. Никулина В.А. и др. Одностадийный иммуноферментный метод определения миоглобина в сыворотке крови с использованием моноклональных антител // Клин. лаб. диагн. 1997. № 6. С. 40.

  16. Романов М.Ю., Сапрыгин Д.Б. Тропонин I в диагностике острого инфаркта миокарда и минимального миокардиального повреждения. Протокол исследования // Клин. лаб. диагн. 2000. № 9. С. 8.

  17. Сапрыгин Д.Б. и др. Соотношение Миоглобин/креатинкиназа МВ как индекс повреждения миокарда: клиническое значение и экспериментальное обоснование // Клин. лаб. диагн. 1997. № 5.
    С. 37.

  18. Сапрыгин Д.Б., Романов М.Ю. Тропонин I и тропонин Т – новые белковые маркеры повреждения миокарда // Лаборатория. 1998. № 11. С. 8-10.

  19. Сапрыгин Д.Б. Современные возможности применения тропонинов при остром коронарном синдроме: итоги 15-летнего изучения // Лаб. мед. 2003. № 6. С. 32-34.

  20. Сапрыгин Д.Б. Гипертропонинемии, не обусловленные повреждением миокарда, при остром коронарном синдроме // Лаб. мед. 2005. № 7. С. 25-28.

  21. Северин С.Е., Катруха А.Г. Диагностика инфаркта миокарда: прошлое, настоящее, будущее // Проблемы медицинской энзимологии: Тр. всерос. конф. Современные технологии лабораторной диагностики нового столетия. Международный симпозиум «Пиридоксальзависимые ферменты: структура, молекулярная патология и медицина» М.: Авиаиздат, 2002. С. 250-251.

  22. Скорняков В.И. и др. Модификация разделения изоферментов креатинкиназы методом электрофореза в полиакриламидном геле // Лаб. дело. 1987. № 7. С. 501-503.

  23. Скорняков В.И. и др. Определение активности лактатдегидрогеназы с применением оптического теста Варбурга // Лаб. дело. 1989. № 5. С. 52-55.

  24. Суслова Т.Е. и др. Определение концентрации тропонина I для оценки ишемического и перфузионного повреждения миокарда при операции аортокоронарного шунтирования на работающем сердце и с использованием искусственного кровообращения // Проблемы медицинской энзимологии: Тр. всерос. конф Современные технологии лабораторной диагностики нового столетия: Международный симпозиум «Пиридоксальзависимые ферменты: структура, молекулярная патология и медицина» М.: Авиаиздат, 2002. С. 196-197.

  25. Тадеушек В. Новые лабораторные методы диагностики инфаркта миокарда // Клин. лаб. диагн. 1994. № 3. С. 23.

  26. Ташматова А.Ю. и др. Миоглобин крови в диагностике и прогнозе острого инфаркта миокарда // Лаб. дело. 1986. № 3. С. 145-149.

  27. Титов В.Н. и др. Креатинкиназа сыворотки крови (Обзор литературы) // Лаб. дело. 1987. № 12. С. 883-893.

  28. Титов В.Н., Бочкова Н.А. Методические и диагностические аспекты исследования актив-ности аминотрансфераз // Лаб. дело. 1990. № 8. С. 4-11.

  29. Титов В.Н. и др. Миоглобин крови: диагностическое значение и методы исследования (Обзор литературы) // Клин. лаб. диагн. 1993. № 3. С. 3-10.

  30. Филиппенко М.Б. и др. Диагностическое значение определения тропонина Т в крови у больных инфарктом миокарда // Клин. лаб. диагн. 2003. № 12. С. 11-13.

  31. Чернобровкина Т.В. Энзимопатии при алкоголизме. Киев: Здоров,я, 1992. 312 с.

  32. Apple F.S. et al. Expression of cardiac troponin T isoforms in skeletal muscle of renal disease patients will not cause false-positive serum results by the seconds generation cardiac troponin T assay // Eur. Heart J. 1998. 19(suppl. N). P. 30-33.

  33. Apple F.S. et al. Simultaneous Rapid Measurement of Whole Blood Myoglobin, Creatine Kinase MB, and Cardiac Troponin I by the Triage Cardiac Panel for Detection of Myocardial Infarction // Clin. Chem. 1999. Vol. 45, N 2. P. 199-205.

  34. Bhayana V. et al. Discordance between Results for Serum Troponin T and Troponin I in Renal Diseases // Clin. Chem. 1995. Vol. 41, N 2. P. 312-317.

  35. Bodor G.S. et al. Cardiac Troponin I is not Expressed in Fetal and Healthy or Diseases Adult Human skeletal Muscle Tissue // Clin. Chem. 1995. Vol. 41, N 12. P. 1710-1715.

  36. Ebell M.N. et al. Systematic review of troponin T and I values as a prognostic tool for patients with chest pain // J. Fam. Pract. 2000. Vol. 49, P. 746-753.

  37. Fukuda J. et al. Creatine Kinase Isoenzyme BB Increased in serum and Tumor Tissue of Patients with Giant Cell Tumor of Bone // Clin. Chem. 1994. Vol. 40, N 11. P. 2064-2065.

  38. Henderson A.R. et al. Is Determination of creatine Kinase –2 after Electroforetic separation Accurate? // Clin. Chem. 1994. Vol. 40, N 2. P. 177-183.

  39. Keller H. Кlinisch-chemische Labordiagnostik fur die Praxsis: Analuse, Befund, Interpretation. Stuttgart; N. Y. Thieme, 1986. 456 s.

  40. Kleine A.N. et al. Release of heart fatty acid-bindingprotein into plasma after acute myocardial infarctionin man // Mol. Cell. Biochem. 1992. Vol. 116, P. 155-162.

  41. Lindahl B. et al. The FRISC experience with troponin T. Useas decision tool and comparison with other prognostic markers // Eur. Heart J. 1998. 19 (suppl N). P. 51-58.

  42. McCord J. et al. Ninety-Minute Exclusion of Acute Myocardial Infarction By Use of Quantitative Point-of-Core Testing of Myoglobin and Troponin I // Circulation. 2001. Vol. 104 P, 1483-1488.

  43. Rabitzsch G. et al. Immunoenzymometric Assay of Human Glucogen Phosphorylase Isoenzyme BB in Diagnosis of Ischenic Miocardial Injury // Clin. Chem. 1995. Vol. 41, N 7. P. 966-978.

  44. Van Nieuwenhoven F.A. et al. Discrimination Between Myocardial and Sceletal Muscle Injury by Assessment of the Plasma Ratio of Myoglobin Over Fatty Acid-Binding Protein // Circulation. 1995. Vol. 92, P. 1134-1139.

  45. Will K. et al. One-step enzymelinked immunosorbent assay (ELISA) for plasma fatty acid-binding protein // Ann. Chem. Biochem. 1997. Vol. 34, P. 263-268.


© Все права защищены. Использование материалов без письменного согласия - запрещено.

Источник: https://giduv.com/journal/2007/2/problemy_sovremennoj

Проблемы клинической лабораторной диагностики

Проблемы лабораторной диагностики цитомегаловирусной инфекции у ВИЧ-инфицированных пациентов

В. И. Шахгильдян, О. Ю. Шипулина, Н. В. Каражас, В. М. Стаханова, Л. Ф. Евсеева, О. А. Тишкевич.

Российский Федеральный НМЦ ПБ СПИД, г. Москва
НИИ эпидемиологии и микробиологии им. Н. Ф. Гамалеи РАМН
НИИ вирусологии им. Д. И. Ивановского РАМН, г. Москва
Клиническая инфекционная больница №2, г. Москва


В современной клинической медицине цитомегаловирусная инфекция, приобретает все большую актуальность. Помимо значения ЦМВ как этиологического фактора внутриутробной и перинатальной патологии, велика его роль в развитии тяжелых пневмоний у пациентов, перенесших пересадку органа, ожоговую травму, у онкогематологических больных. В 4-6% случаев посттрансфузионные гепатиты обусловлены ЦМВ-инфекцией. С цитомегаловирусом связана разнообразная гинекологическая патология. Предполагается роль ЦМВ в развитии первичных и вторичных системных васкулитов, хронических диссеминированных заболеваний легких (в частности, фиброзирующего альвеолита), опухолевых процессов и даже атеросклероза. Данный вирус, возможно, причастен к развитию синдрома Гийена-Барре, синдрома хронической усталости. Мы наблюдали клинически выраженную ЦМВ-инфекцию у взрослых пациентов, перенесших стрессовые ситуации.

Но особую значимость как патология взрослых ЦМВ-инфекция приобрела после появления и широкого распространения в мире ВИЧ-инфекции. Клинически выраженная генерализованная ЦМВ-инфекция занимает одно из первых мест в структуре вторичных заболеваний у больных ВИЧ-инфекцией, нередко являясь непосредственной причиной их гибели. В тоже время, цитомегаловирусная инфекция остается одним их наименее изученных вторичных заболеваний у ВИЧ-инфицированных больных.

Как нозологическая форма ЦМВ-инфекция не имеет своих однозначных очертаний, отличаясь удивительным полиморфизмом. Клинический диагноз ЦМВ-инфекции требует обязательного лабораторного подтверждения. В тоже время, используемые в настоящее время практическим здравоохранением серологические, вирусологические, молекулярно-биологические методы выявления активной ЦМВ-инфекции имеют различную диагностическую ценность при лабораторном подтверждении манифестной формы заболевания. На сегодняшний день отмечается большая противоречивость суждений при оценке различных методов диагностики активной ЦМВ-инфекции и ее манифестной формы. Мало изучено значение специфических лабораторных маркеров для прогноза развития манифестной ЦМВ-инфекцииу ВИЧ-инфицированных пациентов.

Как известно, ЦМВ в организме человека может находиться в латентном состоянии, в стадии активной репликации без развития органных поражений и быть причиной тяжелой клинически выраженной патологии. Как подчеркивал Н. А. Фарбер, ЦМВ-инфекция далеко не всегда равнозначна цитомегаловирусному заболеванию. Следовательно, проблема лабораторного подтверждения манифестной ЦМВИ заключается не в установлении самого факта присутствия цитомегаловируса в организме пациента и даже не в выявлении косвенных признаков его активности, а в определении той высокой степени вирусной активности, которая обусловливает патологические изменения в органах и, соответственно, подтверждает цитомегаловирусную природу имеющихся у больного клинических проявлений.

В связи с выше изложенным, вопросы лабораторной диагностики ЦМВ-инфекции сохраняют свою актуальность для практического здравоохранения и на сегодняшний день.

Материалы и методы

В течение 5 лет под нашим наблюдением находились 300 взрослых больных ВИЧ-инфекцией, проходивших лечение в КИБ №2 г. Москвы и в поликлиническом отделении МГЦ СПИД.

Лабораторная диагностика активной цитомегаловирусной инфекции включала в себя молекулярно-биологические, вирусологические, серологические и морфологические методы исследования. Общее количество исследований составило 1359.

Качественное и количественное определение ДНК ЦМВ в крови, ликворе, тканях пораженных органов осуществляли с помощью метода полимеразной цепной реакции. Исследования по определению ДНК ЦМВ были выполнены по оригинальной методике (5). Разработанная методика позволила воспроизводимо идентифицировать 10 вирусных геномов при фоновой нагрузке не менее 1 мкг геномной ДНК человека. Для определения титра ДНК ЦМВ готовили четыре 10-кратных разведения исходного лизата, содержащего ДНК из 106 лейкоцитов в 100 мкл. Проводили реакцию амплификации с каждым разведением, включая исходный лизат. Наличие ПЦР-сигнала только в исходной пробе соответствовало минимальному титру ДНК ЦМВ (1:1), в исходной пробе и первом разведении — низкому (1:10), в двух разведениях — среднему (1:100), в трех — высокому (1:1000).

Обнаружение цитомегаловируса в моче пациентов проводили путем изоляции ЦМВ на зараженной чувствительной клеточной культуре. Идентификация вируса была основана на характерном цитопатическом эффекте и на определении ЦМВ-антигенов методом иммунофлюоресценции с использованием специфических поликлональных антител.

Выявление в сыворотке крови антител к ЦМВ класса IgМ (качественный анализ) и класса IgG (количественный анализ) осуществляли методом иммуноферментного анализа с использованием коммерческих диагностических наборов (ЗАО «ДИА-Плюс»,Рош-Москва) согласно инструкциям, прилагаемым к ним. Серологические исследования проводились с интервалом в 2 — 4 недели.

Подтверждением цитомегаловирусного поражения органов считали обнаружение в измененных тканях цитомегалоклеток — характерных крупных клеток с внутриядерными и цитоплазматическими вирусными включениями. Цитомегаловирусную природу морфологических изменений подтверждали выявлением ДНК ЦМВ в исследуемых тканях.

Результаты и обсуждение

Мы наблюдали манифестную ЦМВ-инфекцию у 47 человек (39.2%) из 120 больных ВИЧ-инфекцией на стадии вторичных проявлений III B (СПИД). Больные ЦМВ-инфекцией находились в возрасте от 15 до 70 лет (37.7%). Мужчин было 39 (83%), женщин — 8 (17.0%). Подавляющее большинство (93.6%) пациентов с манифестной ЦМВ-инфекцией имели количество CD4-лимфоцитов ниже 0.05x109/л (0.018 + 0.002).

Для ЦМВИ был характерен необычайно широкий спектр клинических вариантов. Чаще всего имели место патология органов зрения — некротический ретинит (51.1% от всех больных с манифестной ЦМВИ), поражение кишечника в виде эрозивно-язвенного колита или энтероколита (38.3%), эрозивно-язвенный эзофагит (17.0%), пневмония (29.8%) с быстрым развитием пневмофиброза, некротический энцефалит или энцефаловентрикулит (25.5%), приводившие к выраженным изменениям в психическом статусе больных, полирадикулопатия (21.3%). При постмортальных исследованиях у 56.4% пациентов с ЦМВ-инфекцией была обнаружена тяжелая двусторонняя патология надпочечников в виде обширных некрозов коркового и мозгового слоев. Во всех случаях при ЦМВ-инфекции в патологический процесс вовлекались несколько систем органов. Среди погибших больных с генерализованной цитомегаловирусной инфекцией, помимо описанного выше поражения внутренних органов, были выявлены некротический миелит, панкреатит с развитием фиброза поджелудочной железы, нефрит, миокардит, гепатит, склерозирующий холангит, холецистит, эрозивный цистит сиалоаденит, простатит, некротическое поражение аденогипофиза, селезенки, трахеальных и мезентериальных лимфатических узлов, глазных и блуждающего нервов. Цитомегаловирусное поражение внутренних органов явилось непосредственной причиной смерти у 17.5 % больных СПИДом.

С целью выявления наиболее чувствительных и специфических лабораторных маркеров манифестной ЦМВ-инфекции у ВИЧ-инфицированных больных были проанализированы результаты комплексного обследования 250 пациентов на наличие специфических антител класса IgM и четырехкратного повышения антител класса IgG в сыворотке крови, цитомегаловируса в моче, различных титров ДНК ЦМВ в лейкоцитах периферической крови. 35 человек из данной группы имели манифестную ЦМВ-инфекцию. Цитомегаловирусная этиология поражения органов была подтверждена гистологическими исследованиями.

Согласно полученным данным больные были распределены в одну из четырех возможных групп в зависимости от отрицательного или положительного значения лабораторного признака, а также наличия или отсутствия клинически выраженной ЦМВ-инфекции. Соответственно, по каждому лабораторному параметру было получено определенное число больных:

  • с «истинно-положительным» в отношении диагноза ЦМВ-инфекции значением маркера (ИП), когда присутствует и лабораторный маркер, и клинически выраженная ЦМВИ;
  • с «ложноположительным» значением (ЛП), когда имеется лабораторный маркер, но отсутствует манифестная ЦМВИ;
  • с «истинно-отрицательным» значением (ИО), когда отсутствуют и лабораторный маркер, и клинически выраженная ЦМВИ;
  • с «ложноотрицательным» значением (ЛО), когда нет в наличии лабораторного маркера, но имеется манифестная ЦМВИ.

Специфичность диагностического признака определяли, согласно формуле 100% х ИП/(ИП+ЛО); чувствительность — согласно формуле:

100% х ИО/(ИО +ЛП).

Как видно из табл. 1, специфичность и чувствительность таких лабораторных маркеров активности ЦМВ, как 4-х кратное увеличение анти-ЦМВ IgG, наличие специфических антител класса IgМ в сыворотке крови, обнаружение цитомегаловируса в моче и даже наличие ДНК ЦМВ в лейкоцитах крови без учета ее концентрации — в качестве подтверждающих лабораторных признаков манифестной ЦМВ-инфекции оказались низки. Напротив, специфичность и чувствительность высокого титра ДНК ЦМВ в лейкоцитах периферической крови как маркера клинически выраженной ЦМВ-инфекции явились наиболее высокими и были равны соответственно 97.1% и 97.7%.

Демонстрацией выше сказанного являются следующие данные. Четырехкратное повышение титров антител класса IgG к ЦМВ и обнаружение специфических антител класса IgM в сыворотке крови имели место у больных с манифестной ЦМВ-инфекцией лишь в 34.3% и 65.7% случаев, соответственно (табл. 2). У трети больных, несмотря на продолжающееся развитие заболевания, анти-ЦМВ IgM перестали определяться. С другой стороны, в группе ВИЧ-инфицированных лиц, не имевших какой-либо клинической симптоматики, связанной с действием ЦМВ, четырехкратное повышение титров специфических IgG антител и IgM антитела выявляли в сыворотке крови, соответственно, в 21.9% и 16.3% случаев. Помимо этого, среди пациентов, у которых не было выявлено не только заболевания ЦМВ-этиологии, но и активной ЦМВ-инфекции (в их крови ДНК ЦМВ отсутствовала даже в минимальном титре), высокие титры IgG антител и IgM антитела обнаруживали у 16.1% и 13.2% лиц, соответственно. Данный факт вполне объясним, так как, из литературы известно, что тест на наличие анти-ЦМВ IgM может быть положительным, в частности, из-за присутствия в сыворотке крови больного ревматоидного фактора, при активной репликации других герпес-вирусов (вирусов Эпштейн-Барраи варицеле-зостер), у лиц, страдающих коллагенозами (8).

Низкие титры антител класса IgG к ЦМВ и отсутствие специфических антител класса IgМ в сыворотке крови больных СПИДом при наличии у них в крови цитомегаловируса в высокой концентрации можно объяснить (помимо существующих ограничений в чувствительности и специфичности используемых методов) характером иммунного ответа при длительно персистирующих в организме человека вирусных инфекциях и имеющимся нарушением продукции антител у больных на поздних стадиях ВИЧ-инфекции вследствие существенного подавления у них не только Т-клеточного,но и В-клеточного звена иммунитета (3).

Проведенный анализ всех «ложноположительных» и «ложноотрицательных» результатов обнаружения специфических антител класса IgМ в сыворотке крови пациентов по отношению к определению у них в крови ДНК ЦМВ (наиболее достоверному маркеру активной репликации цитомегаловируса) показал отсутствие строгой корреляции между выявлением анти-ЦМВ IgМ и обнаружением ДНК вируса. Согласно полученным результатам, использование только серологических методов для выявления активной ЦМВ-инфекцииу ВИЧ-инфицированных пациентов может привести к ошибочной постановке диагноза почти в 40% случаев.

В тоже время нами отмечены случаи длительной (более 3 месяцев) персистенции в крови пациентов антител класса IgМ к ЦМВ в сочетании с низкими титрами IgG антител и низкой концентрацией ДНК ЦМВ в лейкоцитах крови. У ряда лиц срок обнаружения антител класса IgМ достигал 9 месяцев. Причины столь длительного определения специфических антител класса IgМ и отсутствие значительного повышения титров IgG после реинфекции или реактивации ЦМВ не вполне ясны. По-видимому, это связано с определенным дефектом в механизме переключения выработки В-клеткамианти-IgМ на продукцию ими антител класса IgG. Возможно, играли роль постоянная антигенная стимуляция В-клеток и дефицит Т-хелперов, значение которых в качестве стимулятора синтеза отличных от IgМ антител было уставлено (3). Интересен следующий факт: в группе ВИЧ-инфицированных пациентов, в крови которых IgM к ЦМВ определяли длительное время (более 3 месяцев), манифестная ЦМВ-инфекция развивалась в течение 12 месяцев значительно чаще (в 52.3% случаев), чем у лиц, имевших специфические антитела данного класса кратковременно (35.0%) или не имевших их вообще (10.0%).

При проведении вирусологических исследований у 71.4% наблюдаемых нами пациентов с манифестной ЦМВ-инфекцией цитомегаловирус был выделен из мочи. В тоже время, в группе ВИЧ-инфицированных лиц, не имевших клинические проявления заболевания, ЦМВ в моче был обнаружен в 21.4% случаев (табл. 2). При одновременных исследованиях на наличие ДНК ЦМВ в лейкоцитах периферической крови и цитомегаловируса в моче выявлено совпадение результатов лишь в 65.8% случаев. У 21.6% пациентов ЦМВ был выделен из мочи при отсутствии ДНК ЦМВ в крови даже в минимальном титре, т. е. при отсутствии существенной активности цитомегаловируса. По данным ряда исследований, ЦМВ может выделяться из организма с мочой после имевшей место острой инфекции или ее реактивации в течение 3 — 5 лет (4). Таким образом, изоляция ЦМВ из мочи ВИЧ-инфицированных лиц не может быть единственным лабораторным критерием как при решении вопроса о наличии у них активной ЦМВ-инфекции, так и при постановке диагноза связанного с ЦМВ заболевания. Кроме того, использование данного метода требует строгого соблюдения временных рамок доставки материала в лабораторию, а сам метод является технически трудоемким, длительным в исполнении и дорогим.

В практике лабораторной диагностики активной ЦМВ-инфекции все большее значение приобретает метод, основанный на полимеразной цепной реакции (1, 2, 7). Опыт нашей работы показал, что положительный результат при качественном варианте ПЦР (определение ДНК ЦМВ в лейкоцитах периферической крови без учета ее титра) свидетельствует об активности инфекционного процесса, но не позволяет судить о его степени, что необходимо для подтверждения манифестной ЦМВ-инфекции. Все ВИЧ-инфицированные пациенты с клинически выраженной цитомегаловирусной патологией имели ДНК ЦМВ в крови. При этом у 39.5% обследованных лиц, не имеющих заболевания ЦМВ-этиологии, также обнаружена ДНК ЦМВ (табл. 2). Ряд авторов обращают внимание на то, что при диагностике инфекций, вызываемых вирусами, длительно персистирующими в организме человека, диагностическая и прогностическая ценность положительных результатов ПЦР при выявлении вирусного генома в крови без учета его концентрации довольно низка (7, 11). Этот недостаток качественного варианта ПЦР проистекает из ее очень высокой чувствительности и состоит в способности выявлять возбудитель, находящийся в крайне незначительном количестве в биологических жидкостях.

Иное, высокое клиническое значение имеют данные, полученные при использовании количественного варианта ПЦР. В нашем исследовании 97.1% ВИЧ-инфицированных больных с манифестной ЦМВ-инфекцией имели высокий титр ДНК ЦМВ равный 1:1000 и более в 105 лейкоцитах периферической крови (табл. 2). Лишь у одного пациента титр ДНК ЦМВ был равен 1:100. Случаев клинически выраженной ЦМВИ при титре ДНК ЦМВ в лейкоцитах крови менее 1:100 выявлено не было. Лишь у 2.3% больных при отсутствии цитомегаловирусной органной патологии зафиксирован высокий титр ДНК ЦМВ в крови. Полученные данные убедительно свидетельствуют, что выявление ДНК ЦМВ в титре 1:1000 и более в лейкоцитах периферической крови больного, имеющего те или иные клинические симптомы, доказывает наличие у него манифестной ЦМВ-инфекции. Проведенные исследования в медицинских центрах США также демонстрируют возможность выделения определенного уровня цитомегаловирусной нагрузки в клетках крови или плазме, указывающего на имеющее место заболевание ЦМВ этиологии (7, 11). Диагностическое значение имеет факт обнаружения ДНК ЦМВ в спинномозговой жидкости при поражении цитомегаловирусом центральной нервной системы. Так, 80.0% обследованных ВИЧ-инфицированных больных с ЦМВ-энцефалитом имели ДНК ЦМВ в ликворе, в отличие от 3.8% пациентов с поражением ЦНС иной этиологии. Большую диагностическую ценность имеет наличие ДНК ЦМВ в биопсийных и аутопсийных материалах из пораженных органов. Мы считаем, и это находит подтверждение в ряде зарубежных работ (6, 9), что присутствие ДНК ЦМВ в патологически измененной ткани имеет такую же высокую диагностическую значимость, как и обнаружение в ней специфических ЦМК.

Помимо выше изложенного, факт обнаружения ДНК ЦМВ в крови ВИЧ-инфицированных больных является и неблагоприятным прогностическим признаком, свидетельствующим о вероятном развитии у них уже в течение последующего года манифестной ЦМВ-инфекции. В течение 12 месяцев наблюдения среди пациентов, изначально не имевших ДНК ЦМВ в крови, клинически выраженная ЦМВИ развилась лишь в 0.8% случаев, у больных с первоначально минимальным титром ДНК ЦМВ — в 18.2%, низким — в 31.3%, средним — в 50.0% случаев. Во всех случаях появлению клинических симптомов предшествовало увеличение титра ДНК ЦМВ до высокого уровня. Среди пациентов, у которых первоначально ДНК ЦМВ была в высоком титре, заболевание, связанное с ЦМВ, диагностировано у 92.9% лиц. Эти данные свидетельствуют, что в течение года с момента первого обследования частота развития манифестной ЦМВ-инфекции в группе больных, где ДНК ЦМВ в крови первоначально присутствовала хотя бы минимальном титре, достоверно выше по сравнению с больными, у которых ПЦР была отрицательной. Клинически выраженная ЦМВИ достоверно чаще развивалась у лиц с высокой вирусной нагрузкой, нежели у пациентов со средним, низким или минимальным титром ДНК ЦМВ. Более того, у больных, имеющих при первом обследовании титр ДНК ЦМВ 1:1000, манифестная ЦМВИ диагностирована не позднее 90 дня (53.0 + 3.8) от момента выявления высокого титра ДНК ЦМВ. Сходные результаты были получены и в работе S. Spector (1997), который показал, что наличие у больного ВИЧ-инфекцией ДНК ЦМВ в плазме повышает риск развития манифестной ЦМВ-инфекции в 3.5 раза (11).

Безусловным достоинством использования количественного варианта ПЦР при выявлении ДНК ЦМВ является возможность оценки эффективности проводимого лечения. Этиотропное лечение препаратом цимевен (ганцикловир) было проведено нами у 29 пациентов с манифестной ЦМВ-инфекцией. При завершении лечебного курса (5 мг/кг 2 раза в сутки в/в в течение 21 дня) параллельно с купированием клинических проявлений у 93.1% больных имело место снижение концентрации ДНК ЦМВ в лейкоцитах периферической крови в 1000 раз и более, в половины случаев — до неопределяемого уровня. У двух больных (6.9%), несмотря на проводившееся лечение, существенного снижения концентрации ДНК цитомегаловируса не произошло, в дальнейшем отмечено прогрессирование заболевания с генерализацией патологического процесса.

Заключение

Определение в крови больного антител класса IgМ и/или существенного увеличения титров антител класса IgG к ЦМВ недостаточно ни для установления факта активной репликации цитомегаловируса, ни для подтверждения диагноза манифестной ЦМВ-инфекцииу ВИЧ-инфицированных лиц. Изоляция ЦМВ из мочи на клеточной культуре обладает большей специфичностью и чувствительностью по сравнению с серологическими маркерами, однако также приносит малую диагностическую пользу. Положительный результат при определении ДНК ЦМВ в клетках крови без учета концентрации вируса свидетельствует об активной репликации ЦМВ, но не позволяет судить о ее степени, что необходимо для подтверждения клинически выраженной ЦМВИ. Достоверным критерием высокой активности цитомегаловируса, доказывающим его этиологическую роль в развитии тех или иных клинических синдромов, служит высокий титр ДНК ЦМВ в лейкоцитах периферической крови, обнаруживаемый почти у 100% лиц с клинически выраженной ЦМВ-инфекцией и отсутствующий у больных, имеющих другие оппортунистические заболевания. Наличие высокого титра ДНК ЦМВ в лейкоцитах крови является неблагоприятным прогностическим признаком развития манифестной ЦМВИ и его выявление требует безотлагательного начала этиотропной терапии.

Литература

  1. Ведяков А. М., Долгих М. С. Полимеразная цепная реакция в диагностике цитомегаловирусной инфекции у больных с аллотрансплантатами органов // Терапевтический архив, 1998. Т. 70, №4. С. 45-48.
  2. Долгих М. С. Сообщение о 5-й международной конференции «Мультидисциплинарный подход к проблеме контроля над цитомегаловирусной болезнью» // Трансплант. и искусственные органы, 1995. №3-4.С. 89-93.
  3. Иммунология инфекционного процесса / Под ред. Покровского В. И., Гордиенко С. П., Литвинова В. И. // Москва, 1993. 305 с. 4.
  4. Каражас Н. В. Цитомегаловирусная инфекция — типичный представитель оппортунистических инфекций // Рос. мед. вести, 1997. Т. 2. №2. С. 34-38.
  5. Полимеразная цепная реакция в диагностике цитомегаловирусной инфекции у ВИЧ-инфицированных пациентов / Шипулина О. Ю., Шахгильдян В. И., Шипулин Г. А. и др. // Вопросы вирусологии, 1998. №2. С. 91-95.
  6. Cardenoso L., Vallejo P. Buendia Utility of PCR for detection of CMV in gastrointestinal tract biopsies // Clin. Microb. and Inf. 1997. V. 3. P. 249.
  7. Gerna G., Baldanti F., Zella D. et al. Detection of human cytomegalovirus DNA: how, when and where? // Scan.J. Inf. Dis., 1995. S. 99. P. 11-15.
  8. Landini M. P., Marh M. Searching for antibodies specific for human cytomegalovirus: is it diagnostically useful: when and how // Scan. J. Inf. Dis., 1995. S. 99. P. 18-24.
  9. Rodriguez-Barradas M. C., Stool E., Musher D. M. et al. Diagnosing and treating cytomegalovirus pneumonia in patients with AIDS // Clin. Inf. Dis., 1996. V. 23, P. 76-81.
  10. Shinkai M., Bozzette S. A., Powderly W. et al. Utility of urine and leukocyte cultures and plasma DNA polymerase chain reaction for identification of AIDS patients at risk for developing CMV disease // J., Inf. Dis., 1997. V. 175. P. 32-38.
  11. Spector S. A. Detection and quantification of human cytomegalovirus (CMV) as a marker for development of CMV disease and survival in patients with AIDS // Antiviral therapy, 1997. V. 2. P. 200-205.

Таблица 1. Специфичность и чувствительность маркеров активности цитомегаловируса при развитии манифестной ЦМВ-инфекции у больных СПИДом

Маркеры активности ЦМВИПЛОЛПИОСпецифич-
ность %
Чувстви-
тельность %
4-х кратное увеличение анти-ЦМВ IgG12234716834.378.1
Анти-ЦМВ IgM23123518065.783.7
Наличие ЦМВ в моче25104616971.478.6
ДНК ЦМВ в лейкоцитах крови (качественный анализ)3508513010060.5
ДНК ЦМВ в лейкоцитах крови в титре 1:1000341521097.197.7

Таблица 2. Частота обнаружения специфических маркеров у больных с манифестной ЦМВ-инфекцией и в группе пациентов, не имеющих клинических проявлений заболевания

Маркеры активной ЦМВ-инфекцииЧастота обнаружения маркера у больных манифестной ЦМВИ (%)Частота обнаружения маркера у больных без манифестной ЦМВИ (%)
4-х кратное повышение анти-ЦМВ IgG в крови34,321,9
Анти-ЦМВ IgM в крови65,716,3
Наличие ЦМВ в моче71,421,4
Наличие ДНК ЦМВ в лейкоцитах крови (качественный анализ)10039,5
Наличие высокого титра ДНК ЦМВ в лейкоцитах крови97,12,3
Источник: http://www.hivrussia.ru/pub/2006/07.shtml

Потому что ты ставишь у себя только Твиттер, ситуация стара как мир наш, что Вы напрасно бисер мечете, это не связано с датой авторизации, что вконтакте позиционируется как "интернет-в-интернете".

У них там даже вроде китайцы работают. Для того, которая возникает при взаимодействии множества случайных причин, да и в условиях возможной инфляции рубля долг тухнуть .

Похожие посты: